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LES PROPRIETES DES MUSCLES : UNE APPROCHE PRATIQUE
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Introduction

L'énergie nécessaire à la contraction musculaire est fournie, dans les muscles de tous les animaux, par l'hydrolyse de l'acide adénosine triphosphorique (ATP). Le contenu en ATP des muscles est faible. Aussi, la puissance et la durée maximales des efforts que les muscles sont capables de fournir sont, en partie, conditionnées par l'efficacité avec laquelle le muscle recharge son stock d'ATP au cours de son travail.

Dans la majorité des cellules animales, des mécanismes biochimiques variés concourent à la régénération de l'ATP. Ce sont principalement la respiration, la fermentation lactique et l'hydrolyse de phosphagènes. Il en est de même dans les fibres musculaires.

Dans le programme de première S, le chapitre "Quelques aspects du métabolisme énergétique chez l'Homme" inclut un paragraphe consacré aux mécanismes de régénération de l'ATP lors d'exercices musculaires. Parallèlement, le thème de l'option sciences expérimentales consacré à la physiologie appliquée à l'activité sportive envisage les relations entre les caractéristiques structurales et biochimiques des fibres musculaires et leur physiologie.

En effet, certaines fibres sont capables de fournir une très grande puissance de sortie pendant quelques secondes (jusqu'à 1 kW mécanique par kg de muscle), tandis que d'autres fournissent une puissance de sortie moins importante mais pendant une durée plus longue. Ces différences physiologiques sont liées à une spécialisation biochimique et à des caractéristiques ultrastructurales différentes.

Peu d'expériences "classiques" permettent à nos élèves l'accès expérimental à ce sujet complexe. Dans cet article diverses manipulations de TP rendant possible une approche pratique de certaines caractéristiques des muscles striés sont décrites. Mises en parallèle avec l'ultrastructure des différents types de fibres et avec l'évolution de divers paramètres physiologiques au cours de l'effort, ces manipulations devraient permettre de rendre plus concrètes des notions abordées, le plus souvent, de manière exclusivement théorique et de souligner le lien entre structure et fonction.

De plus, les principes de certaines de ces expériences sont d'utilisation courante au laboratoire (dosage d'une substance à partir d'une droite étalon par exemple) ou peuvent être l'occasion de digressions intéressantes sur d'autres problèmes biologiques (bioluminescence, activité catalasique de la myoglobine par exemple).


NB Des ouvrages où l'on peut trouver des informations théoriques plus approfondies sur la question et les clichés de microscopie électronique indispensables pour corréler structures et fonctions sont indiqués dans la bibliographie.

L'enregistrement des modifications physiologiques liées à l'effort peut être aisément mené par ExAO et donne un sens plus global à cette étude. Cet aspect ne sera pas développé ici car ce type d'enregistrement est désormais une "classique" de l'ExAO.


I- Quelques particularités des fibres musculaires striées

Les fibres musculaires présentent diverses caractéristiques plus ou moins spécifiques expliquant leur remarquable efficacité.

Concentration en ATP

La quantité d'ATP présente dans toutes les cellules est extrêmement limitée. Quoique le muscle en consomme des quantités considérables (0.1 à 1 mmol.g-1.min-1) et bien qu'il en contienne sensiblement plus que les autres cellules, il n'échappe pas à cette règle et on trouve dans les muscles des concentrations en ATP variant de 1 à 5 µmol par gramme de muscle frais (soit de 550 µg à 2.7 mg/g) selon l'espèce et le type de muscle. Cette quantité minime est limitée par les mécanismes régulateurs de la charge énergétique cellulaire qui maintiennent à un niveau sensiblement constant les proportions relatives en ATP, ADP et AMP.

La concentration en ATP dans la fibre musculaire n'autorise qu'un nombre très restreint de contractions, estimé à une dizaine chez les vertébrés.

Régénération de l'ATP

Cet apparent paradoxe a été levé par la découverte déjà ancienne de mécanismes concourant à la régénération de l'ATP (L'ATP et la créatine phosphate [CP] ont été isolés du muscle par Fiske et Subarrow en 1929, le transfert de phosphate entre ADP et CP a été découverte en 1932 par Lohmann, la myoglobine a été cristallisée par Theorell en 1932).

La fibre musculaire partage avec d'autres types cellulaires la plupart des mécanismes de régénération de l'ATP comme la respiration, la fermentation lactique, l'hydrolyse de phosphagènes (créatine phosphate chez les cordés, arginine phosphate chez de nombreux invertébrés) et la réaction 2 ADP ---> ATP + AMP catalysée par l'adénylate kinase appelée dans le muscle myokinase. Ils y sont toutefois particulièrement développés.

Des dispositifs originaux

Le muscle possède également des dispositifs particuliers favorisant la régénération de l'ATP par la glycolyse et la respiration avant même que les apports sanguins en glucose et dioxygène soient augmentés par les mécanismes adaptatifs qui se déclenchent en cas d'effort. Ce sont notamment les réserves de glycogène assurant un approvisionnement continu de la glycolyse en substrat (environ 100 µmol d'unités glucose par gramme de muscle soit 18 mg de glycogène/g de muscle) et la présence de myoglobine assurant une réserve de dioxygène dans les muscles lents à métabolisme oxydatif prépondérant (environ 8 mg par gramme de muscle rouge soit environ 0,45 µmol).

Des mécanismes adaptés

Schématiquement, les exercices explosifs ou de courte durée (jusqu'à environ 10 s) sont assurés par la recharge en ATP due à la créatine phosphate (environ 25 µmol/g de muscle), ceux de durée un peu plus longue (de l'ordre de la minute) par la glycolyse anaérobie tandis que les exercices de longue durée exigent une recharge de l'ATP par la respiration dont le VO2 max traduit la capacité maximale.

Cette différenciation temporelle n'est, en réalité, pas aussi tranchée et c'est la part respective de chaque type de métabolisme énergétique qui varie selon la nature de l'effort. Il s'y ajoute une différenciation spatiale : les fibres musculaires peuvent être distinguées sur la base de leur métabolisme énergétique prépondérant en trois catégories :

  1. lentes, oxydatives
  2. rapides, glycolytiques
  3. rapides, oxydatives et glycolytiques.
Cette distinction physiologique s'accompagne de différences ultrastructurales et biochimiques (nombre de mitochondries, dépôts de glycogène, abondance de la myoglobine).

Enfin, chaque muscle est caractérisé par des contingents différents de chaque type de fibre dont les proportions relatives semblent pouvoir être modifiées par l'entraînement.

Le tableau I présente les propriétés des différents types de fibres et le tableau II les caractéristiques des types de métabolismes.


Tableau 1 : les trois types de fibres musculaires

  Type I Type II A Type II B
Temps de contraction Long Bref Bref
Vitesse de contraction Lente Rapide Rapide
Métabolisme anaérobie alactique + ++ +++
Métabolisme anaérobie
lactique
+ ++ +++
Métabolisme aérobie +++ + 0
Glycogène +++ ++ +
Myoglobine +++ + 0
Mitochondries +++ + 0

Tableau 2 : caractéristiques physiologiques liées au type de métabolisme

Métabolisme énergétique Type d'effort Puissance maximale/kg(athlète) Durée possible d'utilisation Source d'énergie
Anaérobie alactique Vitesse Détente 1200 à 1500 W 10 s PC + ATP
Anaérobie lactique Résistance 500 à 650 W 10 à 60 s Glycolyse anaérobie 

 

Aérobie Endurance 300 à 400 W Plusieurs heures Respiration

Les manipulations qui suivent ont pour but d'étudier certains constituants ou certaines réactions enzymatiques permettant la découverte expérimentale de quelques particularités des fibres musculaires indiquées dans les tableaux ci-dessus.

Après avoir mis en évidence et éventuellement dosé l'ATP pour montrer sa faible concentration dans les tissus, on étudiera l'activité de l'enzyme myokinase qui catalyse la régénération directe de l'ATP aux dépens de l'ADP. Enfin, les réserves dont l'utilisation est propre au muscle comme le glycogène et la myoglobine seront caractérisées et dosées et certaines de leurs propriétés étudiées.


II- Caractérisation et dosage de l'ATP

La concentration en ATP d'un extrait de muscle est mesurée par bioluminescence après construction d'une droite d'étalonnage réalisée avec une gamme étalon d'ATP (voir bulletin de l'APBG 1-1994).

Les principes de la mise en évidence de l'ATP par bioluminescence et le matériel utilisé pour son étude par ExAO ont été exposés dans l'article cité ci-dessus et ne seront pas repris ici où l'on se limitera au dosage de cette molécule. Toutefois, l'article précédent appelle quelques remarques quant à la méthode utilisée.

1) Remarques sur l'utilisation de la bioluminescence

Les extraits de lanterne de luciole utilisés dans les expériences décrites précédemment sont peu purifiés et contiennent diverses molécules autres que la luciférine et la luciférase, notamment de la myokinase. Comme l'ATP présent dans les cellules vivantes est rapidement hydrolysé après la mort et en partie aussi au moment de l'extraction, on peut supposer que la plus grande part de l'activité de luminescence due aux extraits de viande congelée provient de la conversion 2ADP ---> ATP + AMP sous l'action de la myokinase. Aussi, il semble que lorsqu'on utilise de la viande hachée congelée, on mesure essentiellement l'ADP, l'ATP résiduel et peut-être aussi de l'ATP bactérien, car la viande de boucherie est congelée bien après la mort. Il est donc préférable d'utiliser du matériel vivant et, d'ailleurs, les quantités d'ATP mesurées sont alors nettement plus élevées. L'accès aux muscles de vertébrés de laboratoire nous étant interdit, de nombreux invertébrés sont d'excellentes sources d'ATP "frais" : huître, moule (très riches par ailleurs, en glycogène), muscles d'escargot, de blatte etc.

Enfin, les concentrations indiquées au I- concernent des muscles de vertébrés. Les résultats présentés ici concernent des tissus d'invertébrés et les méthodes d'extraction sont relativement rudimentaires. On peut donc difficilement les comparer bien qu'on obtienne des résultats dont l'ordre de grandeur est cohérent avec les données de la littérature.

2) Droite d'étalonnage

Elle est établie en mesurant l'intensité de luminescence obtenue avec des concentrations croissantes d'ATP (5 µg à 150 µg dilués dans 1 ml d'eau) en présence de 1 mL de réactif (2,5 mg d'extrait de lanterne de luciole) à chaque mesure.

La figure 1 présente la courbe Intensité lumineuse (IL) = f [ATP].

Avec la dilution du réactif utilisée ici le système a une sensibilité de l'ordre de 2 microgrammes. Il est possible de diluer de deux à quatre fois moins le réactif pour augmenter la sensibilité mais étant donné le coût du produit, la dilution utilisée ici représente un bon compromis qualité/prix. Enfin, il faut souligner que la droite d'étalonnage doit être établie à la suite de nombreux tests car des concentrations trop élevées en ATP sont inhibitrices comme le montre la courbe IL = f [ATP] (figure2) établie pour une gamme plus large de concentrations. Sur la figure 2, on a superposé les points expérimentaux et la courbe obtenue par modélisation de l'équation de Michaelis-Menten.

On a considéré le maximum d'intensité lumineuse (le pic de luminescence) comme l'image de la vitesse initiale de la réaction. On constate qu'au dessus de 500 µg d'ATP dans la cuve de mesure (volume final 2,5 mL) toute augmentation de la concentration inhibe la bioluminescence. Il s'agit sans doute d'un phénomène d'inhibition par le substrat ou le produit de la réaction décrit pour de nombreuses enzymes. Dans ces conditions, la gamme étalon doit être réalisée avec des concentrations correspondant à la partie linéaire de la cinétique enzymatique (0-150 µg).

3) Extraction de l'ATP de matériel frais

Placer l'animal entier (blatte, huître ou moule sans coquille) dans une boîte de Pétri et passer au four à micro-ondes pendant quelques secondes à 800 W pour dénaturer les enzymes (notamment les ATPases). Prélever un échantillon de muscle et le peser précisément. Couper l'échantillon en petits morceaux puis en faire une purée avec une lame de rasoir. Placer la purée dans une fiole conique contenant 5 mL d'une solution de sulfate de magnésium à 40 mg/mL et poser un capuchon en plastique sur la fiole.

Passer au four à micro-ondes pendant 1 min à 650 W. Surveiller pour empêcher tout débordement du liquide pendant l'ébullition. Centrifuger après refroidissement ou filtrer.

NB Les valeurs données pour la puissance du four et la durée sont indicatives et peuvent varier selon le four utilisé.

4) Mesure et dosage

Un test de bioluminescence est mené en plaçant dans la cuve du colorimètre 1 mL d'extrait d'organe lumineux de luciole (à 2,5 mg/mL), 0,5 mL d'eau puis en injectant 1 mL de l'extrait de muscle à travers le couvercle. L'enregistrement de la luminescence est poursuivi pendant 90 secondes. La quantité d'ATP est mesurée en reportant l'intensité de luminescence en présence d'extrait sur la droite d'étalonnage à l'écran avec la fonction "curseur".

NB Pour chaque mesure de luminescence, il importe d'agiter suffisamment l'échantillon avant de l'injecter pour assurer sa bonne oxygénation.

L'exemple présenté dans la figure 3 correspond à 0.2 g de muscles thoraciques de blatte, Blaberus craniifer, dont un élève a extrait l'ATP par la méthode ci-dessus.

Des valeurs variables sont obtenues selon les élèves mais elles restent du même ordre de grandeur. Compte tenu de la concentration déterminée graphiquement (62.8 µg) ceci correspond à une valeur de 1570 µg d'ATP par gramme de muscle soit 2.8 µmol/g.


III- Action de la myokinase

Il s'agit d'une adénylate kinase, enzyme qui catalyse la régénération de l'ATP à partir de deux molécules d'ADP selon l'équation bilan :

ADP + ADP -- Myokinase ----> ATP + AMP
 
 

Ce système permet de recharger le muscle en ATP uniquement à partir de produits d'hydrolyse de l'ATP et il est donc d'autant plus actif que l'hydrolyse de l'ATP est intense et donc la dépense énergétique importante. Il contribue à la régulation de la charge énergétique.

Les extraits de lanterne bruts contiennent de la myokinase. Il suffit donc d'ajouter de l'ADP au réactif pour obtenir la formation d'ATP dont la présence est révélée par l'émission lumineuse. La figure 4 montre les résultats obtenus pour cinq concentrations en ADP : 10, 50, 100, 150 et 300 µg/mL. On a superposé le tracé obtenu avec 100 µg d'ATP (courbe 6) afin de mettre en évidence les effets particuliers exercés par la concentration en ADP sur la cinétique réactionnelle de la myokinase.

Pour des concentrations en ADP inférieures à 12 µg, on observe une augmentation lente de la luminescence traduisant une production progressivement croissante d'ATP au cours du temps qui est loin de saturer le système luciférine-luciférase.

Un effet similaire à celui produit par l'ATP (pic de luminescence) quelle que soit sa concentration se produit pour des concentrations en ADP supérieures à 12 µg révélant ainsi l'efficacité de la myokinase. Le pic obtenu avec une concentration en ADP de 300 µg (IL = 19.6 %) est équivalent en amplitude à celui obtenu avec une concentration en ATP de 85 µg (voir droite d'étalonnage). On peut en déduire qu'au cours des six premières secondes de l'expérience, 85 µg d'ATP ont été produits sous l'action de la myokinase à partir de 300 µg d'ADP. Etant donné les masses moléculaires respectives de l'ADP et de l'ATP, cela signifie que la moitié des molécules d'ADP présentes à t0 dans le milieu réactionnel ont été converties en ATP dans les six premières secondes de la réaction comme le montre le décalage du pic de bioluminescence obtenu avec l'ADP par rapport à celui obtenu avec l'ATP.

Cinétique de la myokinase

Voir la modélisation de l'équation de Michaelis-Menten pour d'autres mesures

La présence de la myokinase dans la lanterne de luciole peut être mise en parallèle, en termes d'adaptation, avec celle dans le muscle, ces deux organes étant en effet particulièrement "gourmands" en ATP lors de leur activité.


IV- Mise en évidence et dosage du glycogène

Après extraction, le glycogène est coloré par l'eau iodée pour le mettre en évidence (coloration brun acajou) et éventuellement le doser. Son dosage peut être mené par colorimétrie à partir d'une droite d'étalonnage.

On peut également procéder à l'hydrolyse totale du glycogène extrait afin de doser ensuite le glucose, méthode sans doute plus précise (mais plus lourde) en raison de la structure moléculaire du glycogène dont la masse molaire n'est jamais connue avec certitude et de la nature colloïdale des particules de glycogène. Nous n'envisagerons ici que le dosage colorimétrique.

1) Extraction

Le glycogène peut être extrait de l'huître, de la moule, du steak haché congelé, du foie etc.

Couper 10 g de steak congelé ou une huître (peser l'échantillon) en petits morceaux et les jeter dans 100 mL d'eau distillée bouillante pendant 2 min. Broyer finement au mixer ou au mortier et remettre à bouillir. Filtrer. Ajouter quelques gouttes d'acide chlorhydrique au filtrat, filtrer le précipité qui a pu se former ou centrifuger. Récupérer le surnageant et y ajouter progressivement 2 à 4 fois son volume d'alcool à 95 % pour précipiter le glycogène.

Filtrer ou centrifuger et récupérer le contenu du filtre ou le culot et le dissoudre dans 10 mL d'eau. Faire un test en ajoutant une goutte d'eau iodée à 2 mL de l'extrait pour mettre en évidence le glycogène. Le glycogène donne une coloration brune avec l'eau iodée.

L'intensité de la coloration étant proportionnelle à la concentration en glycogène, il est possible de doser le glycogène dans l'extrait par colorimétrie après construction d'une droite d'étalonnage.

2) Dosage

Construction de la droite d'étalonnage.

Du glycogène de moule du commerce est utilisé pour réaliser une gamme étalon. A partir d'une solution de glycogène du commerce à 3 mg/mL, 5 cuves de colorimètre reçoivent respectivement 0,090, 0,360, 0,900, 1,8 et 2,7 mg de glycogène dans 1 mL d'eau. Une goutte d'eau iodée est ajoutée et le volume est complété à 3,5 mL avec de l'eau distillée. La transmittance est mesurée pour chaque concentration et l'absorbance calculée (le module Photocolor ne mesure que la transmission lumineuse).
La droite Absorbance = f [glycogène] est modélisée par logiciel et tracée.

La concentration en glycogène dans l'échantillon est déterminée graphiquement à partir de la droite d'étalonnage en utilisant la fonction "curseur" du logiciel après avoir mesuré la transmittance d'un échantillon de 1 mL de l'extrait complété à 3,5 mL avec de l'eau et avoir calculé l'absorbance correspondante.

La figure 5 montre les résultats obtenus.

Pour une absorbance de 0.84, la concentration en glycogène dans l'extrait est de 2.3 mg/g de muscle (échantillon de 10 g, glycogène repris dans 10 mL, prise d'essai de 1 mL).



V- Mise en évidence, propriétés et dosage de la myoglobine

La myoglobine est une protéine héminique de 153 acides aminés (MM = 17000). Analogue structuralement et fonctionnellement à un monomère d'hémoglobine dont elle partage quelques séquences peptidiques, elle fixe réversiblement une molécule de dioxygène par l'ion Fe2+ du groupement hème. Elle permet ainsi le stockage de dioxygène dans les muscles.

1) Extraction

Découper 1 g de viande fraîche ou congelée, rincer soigneusement l'échantillon pour éliminer le sang et dilacérer avec une lame de rasoir pour obtenir une purée. Compléter avec 5 mL de tampon phosphate pH 6.2 et broyer soigneusement. Centrifuger puis filtrer ou centrifuger.

2) Propriétés catalasiques

Le noyau hème, (commun aux ferroprotéines comme les hémoglobines, catalases, peroxydases, cytochromes etc.) confère à la molécule des propriétés catalasiques liées à la présence de l'ion Fe2+. Aussi, la mise en évidence de cette propriété peut être mise à profit pour expliquer la structure et la fonction du groupement prosthétique hème des ferroprotéines de cette famille : la myoglobine décompose le peroxyde d'hydrogène en eau et dioxygène comme le fait la catalase selon l'équation bilan :

2 H2O2 --------- myoglobine-(activité catalase) -----> 2 H2O + O2.
 
 

En présence d'iodure de potassium, l'oxydation de l'iodure donne du diiode :

H2O2 + 2 I- (incolore) + 2 H+ ----Myoglobine-----> 2 H2O + I2 (jaune)

La formation de diiode entraînée par la réaction enzymatique se traduit par une coloration jaune. Elle peut être suivie colorimétriquement dans le bleu (470 nm).

Dans la pratique, la cuve du colorimètre reçoit 1 mL d'iodure de potassium à 100 mg/mL et 1 mL de peroxyde d'hydrogène à 8.8 mmol/L (eau oxygénée à 10 volumes diluée au 1/100). 1 mL de l'extrait de muscle est injecté au temps T0 dans la cuve.

Sur la figure 6, on a superposé les résultats obtenus avec la myoglobine et avec la catalase de la levure pour souligner l'importante activité catalase de la myoglobine.


Activité catalase : myoglobine (tracé noir) et catalase de levure (tracé bleu)

3) Dosage de la myoglobine

La myoglobine est dosée colorimétriquement par son absorbance dans le bleu (470 nm) après construction d'une droite d'étalonnage réalisée à partir de solutions de concentrations connues obtenues avec de la myoglobine du commerce (myoglobine de cœur de cheval). Une solution mère de myoglobine à 1 mg/mL est utilisée pour réaliser une gamme de concentrations allant de 50 µg/mL à 550 µg/mL dans un volume de 3 mL. La transmittance est mesurée pour chaque concentration, les absorbances correspondantes sont calculées par logiciel et la droite Absorbance = f [myoglobine] est construite. La transmittance d'un échantillon de 3 mL de l'extrait de muscle est mesurée puis son absorbance calculée et sa concentration déterminée graphiquement à l'aide de la fonction "curseur" du logiciel.

Voir figure 7

Elle montre que l'absorbance de l'échantillon est égale à 0.45 ce qui correspond à une concentration de 0.71 mg/3 mL (volume de la cuve).

soit (0.71 x 5)/3 = 1.2 mg/g de muscle (l'extrait avait un volume de 5 mL)

soit 0.07 µmol/g de muscle.

Notons que d'autres propriétés de la myoglobine peuvent être aisément étudiées notamment en établissant avec un spectrophotomètre et en comparant les spectres d'absorption de l'oxymyoglobine, de la désoxymyoglobine et de la métmyoglobine.
Une manipulation comparable peut être menée avec un spectroscope à main comme ceux que l'on utilise pour étudier le spectre d'absorption de la chlorophylle.


Conclusions

Ces expériences devraient permettre de donner un sens plus concret à des notions que nos élèves étudient en général de façon théorique. Elles permettent, de plus, d'approfondir les relations existant entre les différents niveaux d'organisation et de fonctionnement du vivant notamment entre composition chimique, voies métaboliques, organisation ultrastructurale et physiologie.

Même si l'option de première S semble le cadre le plus approprié à ce type de manipulations en raison des aspects tant scientifiques que techniques qu'elles permettent d'aborder, certaines d'entre elles peuvent parfaitement trouver leur cadre dans une séance de TP "ordinaire". Certaines des techniques exposées ci-dessus peuvent d'ailleurs s'intégrer dans d'autres chapitres du programme : ainsi, dans l'option consacrée aux levures peut être réalisé le dosage de l'ATP (ce qui permet de calculer un paramètre intéressant, la quantité d'ATP/cellule) ou l'étude de la catalase de la levure selon le protocole indiqué pour la myoglobine.

Il est essentiel que nos élèves s'habituent à utiliser des techniques de laboratoire courantes dont ils auront besoin dans la suite de leurs études : quelle est l'utilité, pour les élèves de première S, d'une vague connaissance théorique de la biologie moléculaire s'ils ne savent pas manipuler le matériel courant (pipettes, balance, centrifugeuse, colorimètre etc.), calculer une concentration molaire ou réaliser concrètement les ordres de grandeur des substances essentielles de la cellule ? L'assimilation des données théoriques des sciences expérimentales passe nécessairement par la confrontation avec la pratique du laboratoire.

Les nouveaux programmes, notamment en première S, sont une occasion de valoriser notre discipline auprès des élèves en leur proposant des activités originales et concrètes sans sacrifier la nécessaire rigueur scientifique.

Enfin, d'autres manipulations entrant dans le même thème peuvent être mises au point avec des techniques comparables comme, par exemple, la mise en évidence de la créatine kinase.


Matériel

Interface Orphy-GTS, logiciel Regressi, module Photocolor, cuves standard.

MICRELEC

4, place Abel Leblanc 77120 Coulommiers Tél : 64 65 04 50

Produits chimiques

Tampon phosphate pH 6.2

Préparer une solution d'hydrogénophosphate disodique à 9.46 g/L de phosphate anhydre (ou 23.86 g/L de phosphate cristallisé, 12 H2O) et une solution de dihydrogénophosphate monopotassique à 9.06 g/L. Mélanger 200 mL de phosphate disodique avec 800 mL de phosphate monopotassique pour obtenir un litre de tampon pH 6.2.

Glycogène de moule. Référence G 1508

Myoglobine de cœur de cheval. Référence M 1882

Kit de démonstration de la bioluminescence

SIGMA

L'Isle d'Abeau Chesnes BP 701 38070 Saint Quentin Fallavier Cedex Tél : n° vert 08 00 21 14 08

Télécopie : 04 74 95 68 08


Bibliographie
Champiat D. & Larpent J.P. Bio-chimiluminescence, Masson, 1993
Keesey J. Biochemica Information, Boehringer Mannheim Biochemicals, 1987
Pelmont J. Enzymes, Presses Universitaires de Grenoble, 1989
Pol D. Un outil pédagogique original : la bioluminescence. Biologie-Géologie, 1-1994
Prosser C.L. Comparative Animal Physiology, Wiley-Liss, 1991
Clichés de microscopie électronique :
Porter K.R. & Bonneville M.A. Structure Fine des Cellules et des Tissus, Ediscience, 1973
Cross P.C. & Mercer K.L. Ultrastructure cellulaire et tissulaire, DeBoeck Université, 1995

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